معلومة

الدور الوظيفي لقنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي

الدور الوظيفي لقنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

بعد أن تعلمت بشكل أفضل هنا كيف يعمل إنشاء إمكانات الفعل ببعض التفاصيل ، أود تحديد الدور الوظيفي لقنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي: فهي تقصر بشكل أساسي الوقت الذي تستغرقه الخلايا العصبية لاستعادة إمكانات الراحة. بدون قنوات البوتاسيوم ، فإن أيونات الصوديوم التي تدخل الخلايا العصبية عبر قناة الصوديوم تنتشر ببطء بعيدًا (كهربائيًا) وتعيد مضخات بوتاسيوم الصوديوم الإمكانات. مع قنوات البوتاسيوم ، يتم تسريع هذه العملية بشكل كبير (عن طريق تحريك الأيونات الموجبة الشحنة بسرعة خارج الخلايا العصبية في الموقع). بدون قنوات البوتاسيوم ، سيتم إنشاء إمكانات فعلية على الرغم من ذلك من خلال قنوات الصوديوم وحدها ، أي أنه سيتم إنشاء ذروة 40mV (بنفس السرعة!) ، لكنها ستنحل بشكل أبطأ بكثير ، ولن تسفر عن ذروة واضحة.

هل توافق على أن هذا هو الوصف الصحيح "للغرض" الرئيسي لقنوات البوتاسيوم المشاركة في إنتاج إمكانات العمل؟

على أي حال ، يبدو أن قنوات البوتاسيوم تعمل بشكل جيد بنفس القدر عندما لا تكون إمكانية "الإغلاق" لديها -80 ملي فولت ، ولكن على سبيل المثال -70mV ، أي إمكانية الراحة. ولكن نظرًا لأنه -80 مللي فولت ، فإن قنوات البوتاسيوم تنتج استقطابًا فرطًا. سؤالي الثاني هو:

هل يلعب ما بعد الاستقطاب المفرط دورًا وظيفيًا ("إيجابيًا") أيضًا ، أم أنه لا مفر منه؟ إذا كان الأمر كذلك: ما هي الآثار "السلبية" وغير المرغوب فيها التي قد تحدث؟ (في بعض النواحي ، كان من الممكن أن يكون الأمر أفضل ، إذا لم يكن هناك استقطاب بعد فرط).


معنى إمكانية الانعكاس

لا تمتلك القنوات الأيونية نفسها إمكانات انعكاسية إلا عبر المتوسط ​​المرجح للأيونات التي تقوم بإجرائها. إمكانية الانعكاس لأيون معين يتم الحصول عليها بواسطة معادلة Nernst وإلى جانب الثوابت الفيزيائية هي وظيفة فقط للتركيزات النسبية للأيونات داخل وخارج الخلية.

يتم إعطاء إمكانية التوازن للخلية بأكملها من خلال معادلة جولدمان ، والتي تشبه معادلة نرنست ولكنها تغطي أي عدد من الأيونات. لاحظ أنه يمكنك أيضًا حساب "إمكانية الانعكاس" لقناة باستخدام معادلة جولدمان من خلال النظر في جميع الأيونات التي ستجريها قناة معينة.

والسبب في أن إمكانية توازن الخلية في حالة السكون لا تساوي إمكانات انعكاس البوتاسيوم لأن الخلايا لا يمكن اختراقها للبوتاسيوم فقط في حالة السكون ؛ على الرغم من سيطرة البوتاسيوم ، إلا أن هناك بعض التوصيلات للأيونات الأخرى ، مما يؤدي إلى إزالة استقطاب الخلية قليلاً.

لا توجد طريقة لقناة انتقائية للبوتاسيوم أن يكون لها إمكانات انعكاسية تختلف عن إمكانات انعكاس البوتاسيوم ، إلا إذا كانت قابلة للاختراق للأيونات الأخرى أيضًا.

ماذا سيحدث لو لم تكن هناك قنوات للبوتاسيوم؟

إذا لم تكن هناك قنوات بوتاسيوم على الإطلاق ، فستستقر الخلايا بالقرب من 0 مللي فولت ، وتعطي أو تأخذ بضعة مللي فولت. قنوات "التسرب" التي تسمح للخلايا بالراحة عند جهد سلبي هي قنوات البوتاسيوم في المقام الأول. ومع ذلك ، يبدو أن سؤالك موجه في الغالب نحوه الجهد بوابات قنوات البوتاسيوم.

ماذا سيحدث لو لم يكن هناك الجهد بوابات قنوات البوتاسيوم؟

كما تقترح ، ستتم إعادة استقطاب الخلايا بشكل أبطأ بكثير. ومع ذلك ، لا يزال سؤالك غير دقيق.

1) عودة الاستقطاب هذه لن تكون من انتشار الصوديوم بعيدًا ، بل من خروج البوتاسيوم من الخلية من خلال قنوات التسرب.

2) إن ATPase الصوديوم والبوتاسيوم ليس مسؤولاً بشكل مباشر عن إمكانات الغشاء أو إعادة الاستقطاب في جهد فعل. تتغير تركيزات الأيونات بشكل طفيف خلال جهد الفعل. الشيء الذي يتغير هو نفاذية الأيونات المختلفة. الصوديوم والبوتاسيوم ATPase يكون مهم ، مع ذلك ، للحفاظ على التركيزات النسبية الداخلية لأيونات الصوديوم والبوتاسيوم على المدى الطويل.

بالإضافة إلى ذلك ، كما تقترح أيضًا ، لن يكون هناك بعد فرط الاستقطاب.

هل هناك هدف لما بعد الاستقطاب؟ هل هو مجرد أمر لا مفر منه؟

هناك نوع من الغرض. على الرغم من أن استقطاب ما بعد الاستقطاب ليس ضروريًا تمامًا لإطلاق إمكانات الفعل ، إلا أن هناك بعض القنوات التي تنشط بفرط الاستقطاب في بعض الخلايا ، وفي جميع الخلايا ، يسهل فرط الاستقطاب إزالة كتلة تعطيل قنوات الصوديوم. بشكل عام ، تعمل بمثابة "إشارة إعادة تعيين" تتجاوز مجرد إعادة الاستقطاب.

ومع ذلك ، فإن الاستقطاب اللاحق لا مفر منه إلى حد كبير دون هندسة دقيقة للغاية لعملية إعادة الاستقطاب (ستحتاج إلى إغلاق قنوات البوتاسيوم بسرعة مع اقترابها من الراحة ، مما يؤدي أيضًا إلى إبطاء العودة إلى الراحة).


بشكل عام ، ستكون هذه المادة مغطاة جيدًا في كتاب تمهيدي لعلم الأعصاب. توصيتي الشخصية هي Purves:

بيرفز ، دي ، أوغسطين ، جي.جي ، فيتزباتريك ، دي ، هول ، دبليو سي ، لامانتيا ، إيه إس ، ماكنمارا ، جيه أو وايت ، إل إي (2014). علم الأعصاب ، 2008. De Boeck، Sinauer، Sunderland، Mass.

(أي إصدار آخر جيد أيضًا ، وهناك الكثير من البدائل الجيدة أيضًا)


كما هو مفترض هنا ، قد يكون هناك "غرض" آخر لقنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربي: فهي تعطي إمكانات عمل الانتشار - خاصة في المحاور النخاعية - شكل نبضات تحلل متجولة (مقارنة بالقمة الثابتة في موقع الخلق ، والتي ببساطة الاضمحلال ، ومع ذلك أدى إلى ارتفاع الإمكانات في المواقع البعيدة).

ما فائدة هذا التشكيل - في حد ذاته - هو سؤال آخر. لماذا من الأفضل في حد ذاته أن تصل الإمكانات إلى منطقة الزناد التالية كنبض: لن ترى القنوات الأيونية هناك فرقًا ، أليس كذلك؟ إنهم غير مدركين لما إذا كانت قنوات البوتاسيوم موجودة أم لا في منطقة الزناد الأولى ، فسوف يواجهون نفس (ارتفاع) الإمكانات تقريبًا بعد نفس الوقت تقريبًا.

حسنًا ، كنبضة (تتلاشى مع تلاشيها) تكون الإشارة أقصر ، وإلا فإنها تدوم لفترة أطول ، مما يجعل الضبط الدقيق للزمان أكثر صعوبة.


عائلة البروتين الأيونية الفائقة ☆

قنوات الجهد K + بوابات

يتم تنشيط قنوات K + الموصولة بالجهد عن طريق إزالة الاستقطاب ، وتؤدي الحركة الخارجية لـ K + من خلالها إلى إعادة استقطاب إمكانات الغشاء لإنهاء إمكانات العمل ، وتزيد من استقطاب الغشاء المحتمل فورًا بعد إمكانات الفعل ، وتلعب دورًا رئيسيًا في ضبط إمكانات الغشاء المريح. بهذه الطريقة ، تتحكم قنوات K + في الإشارات الكهربائية وتنظم تدفق الأيونات و Ca 2 + العابرين في الخلايا غير القابلة للاستثارة. تم استنساخ قنوات K + ذات البوابات الأولى من ذبابة الفاكهة على أساس طفرة تسبب شاكر النمط الظاهري (يناير ويان ، 1997 أ). وهي تتألف من أربع وحدات فرعية عبر الغشاء تشبه كل منها مجالًا واحدًا للوحدات الفرعية الرئيسية لقنوات Na + أو Ca 2+ (الشكل 1). تتميز قنوات K + الموصلة بالجهد بتنوعها. وهي تشمل 40 قناة مختلفة تم تصنيفها إلى 12 مجموعة متميزة بناءً على تماثل تسلسل الأحماض الأمينية (K.الخامس1 إلى K.الخامس12). يمكن أن تتجمع هذه الوحدات الفرعية α في رباعيات متجانسة وغير متجانسة ، مما يؤدي إلى مجموعة متنوعة من مجمعات القنوات المختلفة. يعتبر حرف Kالخامس1 قنوات مرتبطة أيضًا بـ K.الخامسβ الوحدات الفرعية ، وهي بروتينات داخل الخلايا. يعتبر حرف Kالخامس4 وحدات فرعية مرتبطة بـ KChiPs ، وهي بروتينات ملزمة داخل الخلايا تشبه Ca 2+ تنظّم قناة القناة. بعض منتجات K.الخامس7 و كالخامس11 وحدة فرعية α ترتبط بالوحدات الفرعية الممتدة للغشاء الفردي (minK ، MiRP1 ، MiRP2) ، والتي تنظم خصائص بواباتها. يسمح تنوع قنوات K + للخلايا العصبية والخلايا المثيرة الأخرى بضبط خصائص الإشارات الكهربائية بدقة من خلال التعبير عن مجموعات مختلفة من الوحدات الفرعية لقناة K +.


خلفية

تتغير عضلات الرحم الملساء بشكل ملحوظ أثناء الحمل. على الرغم من وجود انقباض عضلي عفوي ، يجب أن يظل عضل الرحم هادئًا لأنه يتمدد إلى درجة غير عادية أثناء الحمل ، ولكن فجأة تتطور الانقباضات شديدة التنظيم والقوية التي تميز المخاض. تعبر خلايا ميوميتريال في الحيوانات الحوامل عن كثافات متزايدة من مستقبلات الأوكسيتوسين وتقاطعات الفجوات التي من المعروف أنها تلعب أدوارًا مهمة في تقلص الرحم [1] ويبدو أن هذه التغييرات ضرورية ولكنها ليست كافية لبدء تقلصات المخاض. الإشارات التي تؤدي إلى المخاض غير معروفة. هدفنا العام هو تحديد التغييرات في الخصائص الأساسية التي يجب أن تحدث في خلايا العضلات الملساء في الرحم أثناء الانتقال إلى المخاض.

الآليات البيوكيميائية المرتبطة بالتقلص في عضل الرحم مفهومة بشكل معقول. هناك أيضًا قدر كبير من الأدلة على أن التغيرات في المواصلات الأيونية عبر غشاء البلازما متورطة في تنظيم الانقباضات العفوية والمحفزة الناهضة في الخلايا العضلية الرحمية من كل من الحيوانات الحوامل وغير الحوامل [2-4]. ترتبط التقلصات العفوية في الخلايا العضلية الرحمية وربما تنشأ من إزالة الاستقطاب التدريجي لإمكانات غشاء الراحة [3] ، وهناك دليل على أن إمكانات غشاء الراحة القصوى تنخفض في خلايا العضلات الملساء في الرحم لدى النساء والجرذان أثناء الحمل [5-7] ]. ومع ذلك ، فإن فهمنا للأدوار التي تلعبها التيارات الأيونية المحددة في تنظيم النشاط الانقباضي ضعيف ، والهوية الجزيئية للقنوات التي تكمن وراء هذه التيارات غير معروفة في معظم الحالات. قد تكون التغييرات في التيارات الكهربائية في الخلايا العضلية الرحمية نقاطًا مهمة لتنظيم الانقباض في الانتقال بين الرحم الهادئ والمخاض في نهاية الحمل [2 ، 3].

يتم إيقاف وعكس إمكانات العمل في خلايا عضلة الرحم الناتجة عن تنشيط إزالة الاستقطاب من قنوات الكالسيوم التي تعمل بالجهد عن طريق تعطيل هذه القنوات بالإضافة إلى التنشيط المتزامن للتيارات الخارجية التي تحملها أيونات البوتاسيوم [8 ، 9]. من المعروف أن هناك عدة أنواع من قنوات البوتاسيوم موجودة في عضل الرحم ، بما في ذلك قناة البوتاسيوم المنشط بالكالسيوم ذو التوصيل الكبير (BK) [10 ، 11] ، والبوتاسيوم الحساس لـ ATP (KATP) قناة [12 ، 13] ، ومقوم داخلي واحد على الأقل [14]. هناك أيضًا بعض الأدلة على تيارات البوتاسيوم في عضل الرحم والتي هي عبارة عن بوابات الجهد [15] ، بما في ذلك دليل على وجود قنوات Kv التي يُفترض أنها تتكون من وحدات متعددة من الوحدات الفرعية α والتي يُعرف عنها أنها تشكل منطقة المسام لهذه القنوات ذات بوابات الجهد. [16-19 ، 16]. [19 ، 20]. لقد ثبت أن قنوات البوتاسيوم ذات التوصيل الكبير والمنشط بالكالسيوم متورطة في إعادة استقطاب أغشية الخلايا أثناء إمكانات العمل. في خلايا العضلات الملساء الرحمية ، لا تُعرف التيارات المسؤولة عن ضبط إمكانات غشاء الراحة - وهي عنصر أساسي في تنظيم النشاط في الخلايا القابلة للاستثارة الأخرى. لقد تم اقتراح أن BK ، على الأقل في عضل الرحم البشري ، هو المسؤول الحالي عن تنظيم النشاط الكهربائي (وبالتالي الانقباضي) [10] ، ولكن التجارب التي أجريت على عضل الرحم لدى الفئران قد أسفرت عن نتائج متناقضة تجادل ضد دور BK في التنظيم من الانقباض في عضل الرحم الحامل أو غير الحامل [21].

نحن الآن نصف استجابة مقلصة كبيرة لمانع انتقائي لقناة Kv 4-aminopyridine (4-AP) في عضل الرحم ، لا تتوسط هذه الاستجابة قنوات BK أو بطانة الرحم أو الأعصاب. نوضح أيضًا التعبير في كل من عضل الفأر غير الحوامل والحوامل لعدد من بروتينات الوحدة الفرعية α لقناة Kv ، بما في ذلك عدة أنواع معروفة بأنها حساسة لـ 4-AP. بشكل ملحوظ ، تختفي الاستجابات الانقباضية لـ 4-AP في عضل الرحم الحامل ، ويرتبط هذا الاكتشاف بالخسارة في التعبير عن بروتين الوحدة الفرعية Kv4.3 α. يشير وجود استجابة مقلصة لـ 4-AP بالإضافة إلى عدد من بروتينات الوحدة الفرعية لقناة Kv في عضل الرحم بالماوس إلى دور لقنوات Kv في تنظيم وظيفة عضل الرحم. علاوة على ذلك ، قد يشير اختفاء تعبير Kv4.3 والاستجابات لـ 4-AP و phrixotoxin-2 في عضل الرحم الحامل إلى فقد معين لوظيفة قناة Kv عند النقطة التي يتم فيها تحضير عضل الرحم من أجل المخاض.


النتائج

مستويات التعبير عن مرنا والبروتين Kv2.1

كشفت تحليلات RT-PCR و RT-PCR في الوقت الفعلي أن Kv2.1 تم اكتشافه بشكل كبير في خلايا سرطان البروستاتا المنتشرة للغاية (PC-3) ، في حين أن مستوى التعبير عن Kv2.1 كان منخفضًا إلى حد كبير ليتم اكتشافه في خلايا البروستاتا الخالدة ( WPMY-1) وخلايا سرطان البروستاتا الأخرى [LNCaP و DU145] (الشكل 1 أ ، ب). علاوة على ذلك ، كان التعبير البروتيني لـ Kv2.1 أعلى بكثير في خلايا PC-3 مقارنة بخلايا البروستاتا الثلاثة الأخرى بناءً على نتائج تحليل اللطخة الغربية (الشكل 1C) ، مما يدل على أن Kv2.1 تم التعبير عنه بشكل كبير فقط في PC- 3 خلايا وليس في خلايا WPMY-1 و LNCaP و DU145 (الشكل 1A-C). بالإضافة إلى Kv2.1 ، قمنا بفحص 10 وحدات فرعية Kv مختلفة ، Kv1.5 ، Kv2.2 ، Kv3.1 ، Kv3.3 ، Kv3.4 ، Kv4.1 ، Kv7.2 ، Kv7.3 ، Kv9.1 ، و Kv9.3 ووجد أن Kv2.1 هي القناة Kv الوحيدة التي تم التعبير عنها بشكل كبير في خلايا PC3 مقارنةً بـ WPMY-1 (الشكل التكميلي 1). علاوة على ذلك ، أظهر التوطين الخلوي لـ Kv2.1 أن Kv2.1 قد تم توطينه في غشاء خلايا PC-3 (الشكل 1D).

مستويات التعبير عن mRNA والبروتين لـ Kv2.1 في خلايا البروستاتا. (أ) تظهر نتيجة RT-PCR تعبير Kv2.1 في خلية واحدة خالدة مؤيدة للدولة (WPMY-1) وثلاث خلايا لسرطان البروستاتا (LNCaP و DU145 و PC-3). (ب) تحليل RT-PCR في الوقت الحقيقي لتعبير Kv2.1 في خلايا WPMY-1 و LNCaP و DU145 و PC-3. تم استخدام طريقة 2 ^ (- & # x00394 & # x00394Ct) لحساب الكميات النسبية من mRNA باستخدام GAPDH كجين مرجعي. (ج) تحليل اللطخة الغربية لمستويات التعبير البروتيني لـ Kv2.1 في أربع خلايا البروستات. (د) تجزئة خلوية لـ Kv2.1 في خلايا PC-3. تم استخدام Na-K ATPase كعلامة غشاء. تم إجراء جميع التجارب بشكل رباعي وتم تقديم البيانات على أنها خطأ معياري متوسط ​​& # x000b1. *** P & # x0003c 0.001 مقابل قيمة PC-3.

تسجيل مشبك التصحيح للخلية الكاملة لتيار Kv2.1 في خلايا WPMY-1 و PC-3

لتأكيد التعبير الوظيفي لـ Kv2.1 في خلايا PC-3 ، أجرينا تسجيل مشبك التصحيح للخلية الكاملة في خلايا WPMY-1 و PC-3. يوضح الشكل 2 الآثار الحالية التمثيلية المسجلة في خلايا PC-3 (A ، اليسار) وخلايا WPMY-1 (B ، اليسار). تم تثبيط التيار المسجل في خلايا PC-3 بواسطة stromatoxin-1 (ScTx-1) (600 نانومتر) ، وهو مانع Kv2.1 (الشكل 2 أ). على العكس من ذلك ، لم يلاحظ أي تثبيط على التيار المسجل في خلايا WPMY-1 (الشكل 2 ب). كانت العلاقة الحالية بين الكثافة والجهد لتيار الخلية الكاملة Kv أكبر بكثير في PC-3 عنها في خلايا WPMY-1 (الشكل 2C). أظهر منحنى الجهد والجهد الحالي الحساس لـ ScTx-1 أن تيار Kv2.1 الحساس لـ ScTx-1 كان أيضًا أكبر بشكل ملحوظ في PC-3 منه في خلايا WPMY-1 (الشكل 2D).

تسجيل مشبك التصحيح للخلية الكاملة لتيار Kv2.1 في خلايا WPMY-1 و PC-3. (أ) الآثار الحالية التمثيلية في خلايا PC-3 في غياب (التحكم ، اليسار) ووجود 600 نانومتر ScTx-1 (حق). (ب) الآثار الحالية التمثيلية في خلايا WPMY-1 في حالة الغياب (التحكم ، اليسار) ووجود 600 نانومتر ScTx-1 (حق). (C) علاقات الكثافة والجهد الحالية بين تيار Kv في خلايا WPMY-1 و PC-3 (ن = 5). (د) العلاقة الحالية بين الكثافة والجهد بين التيار الحساس لـ ScTx-1 في خلايا WPMY-1 و PC-3 (ن = 3). تم الاحتفاظ بالخلايا عند & # x0221260 mV ، وتم استنباط التيارات بواسطة نبضة اختبار تتراوح من & # x02212100 mV إلى +70 mV بزيادات 10 mV. تم إجراء جميع التجارب كما هو محدد وتم تقديم البيانات على أنها خطأ معياري متوسط ​​& # x000b1. * P & # x0003c 0.05 مقابل قيمة WPMY-1.

تم تقليل Kv2.1 المعبر عنه بدرجة عالية في خلايا PC-3 بواسطة كاسحات ROS

لفهم العلاقة بين تعبير Kv2.1 ومستوى ROS ، استخدمنا N-acetylcysteine ​​(NAC) أو حمض الأسكوربيك كزبال ROS. بعد العلاج بـ NAC (4 مم) لمدة 12 ساعة لتقليل مستوى ROS ، انخفض مستوى التعبير البروتيني لـ Kv2.1 في PC-3 بشكل ملحوظ بنسبة 16.7٪ (الشكل 3 أ). قلل حمض الأسكوربيك (40 & # x003bcM) أيضًا من مستوى التعبير البروتيني لـ Kv2.1 في PC-3 بنسبة 12.3٪ (الشكل 3 ب). ومع ذلك ، لم يظهر NAC (4 مم) وحمض الأسكوربيك (40 & # x003bcM) أي تأثير على قابلية خلايا خلايا PC-3 (البيانات غير معروضة). علاوة على ذلك ، خفضت NAC التعبير البروتيني لـ Kv2.1 في جزء الغشاء بنسبة 32٪ حيث يتم التعبير عن Kv2.1 بشكل رئيسي في خلايا PC-3 (الشكل 3C). لتأكيد تقليل تنظيم Kv2.1 في خلايا PC-3 ، أجرينا تسجيل مشبك التصحيح للخلية الكاملة في خلايا PC-3 ووجدنا أن تيار Kv للخلية الكاملة كان أقل بشكل ملحوظ في مجموعة معالجة NAC من مجموعة التحكم (الشكل ثلاثي الأبعاد).

تقليل تنظيم التعبير Kv2.1 في خلايا PC-3 بواسطة كاسحات ROS. (أ) التغيير في التعبير البروتيني لـ Kv2.1 في خلايا PC-3 المعالجة بـ 4 ملي مولار NAC ، تم تقليل التعبير البروتيني Kv2.1 (ن = 3). (ب) التغيير في التعبير البروتيني لـ Kv2.1 في خلايا PC-3 المعالجة بحمض الأسكوربيك 40 & # x003bcM ، تم تقليل التعبير البروتيني Kv2.1 (ن = 5). (ج) التعبير البروتيني لـ Kv2.1 في غشاء خلايا PC-3 المعالجة بـ 4 ملي مولار NAC (ن = 3). تم استخدام Na-K ATPase كعلامة غشاء. (D) علاقات الكثافة والجهد الحالية بين تيار Kv في خلايا PC-3 في غياب [Control (SFM)] ووجود 4 ملي مولار من NAC (ن = 3). يمثل التحكم (SFM) نتائج التحكم المسجلة في الوسائط الخالية من المصل ويمثل NAC المجموعة التي عولجت بـ 4 ملي مولار من NAC. تم إجراء جميع التجارب كما هو محدد وتم تقديم البيانات على أنها خطأ معياري متوسط ​​& # x000b1. * P & # x0003c 0.05 مقابل قيمة التحكم (SFM).

تم منع هجرة خلايا PC-3 بواسطة مانع Kv2.1 ScTx-1 أو siRNA الذي يستهدف Kv2.1

لقد بحثنا في تأثير Kv2.1 على انتشار وترحيل WPMY-1 و PC-3. لم يكن للعلاج ScTx-1 (600 نانومتر) لمدة 24 ساعة أي تأثير على تكاثر خلايا WPMY-1 و PC-3 (الشكل 4 أ). ومع ذلك ، بناءً على نتائج فحص الهجرة عبر الترانسويل ، قلل علاج ScTx-1 (600 نانومتر) من هجرة خلايا PC-3 بنسبة 48.6 ٪ ، وهو انخفاض كبير مقارنةً بمجموعة التحكم السلبية (الشكل 4C). من ناحية أخرى ، لم يكن للعلاج ScTx-1 أي تأثير كبير على هجرة خلايا WPMY-1 (الشكل 4 ب). علاوة على ذلك ، كما هو موضح من خلال نتائج اختبار الهجرة عبر الترانسويل ، فإن علاج siRNA (30 نانومتر) قلل من هجرة خلايا PC-3 بنسبة 56 ٪ ، وهو ما يمثل انخفاضًا كبيرًا مقارنةً بمجموعة التحكم في السيارة (الشكل 4E) دون أي. تأثير على تكاثر خلايا PC-3 مقارنة مع السيطرة السلبية والسيارات (الشكل 4 د).

تثبيط ترحيل خلايا PC-3 من خلال Kv2.1 blockade باستخدام ScTx-1 أو siRNA. (أ) بيانات CCK-8 التي تم الحصول عليها بعد معالجة خلايا WPMY-1 و PC-3 (ن = 6) باستخدام 600 نانومتر ScTx-1. (ب) Hemacolor & # x024c7 صور تلطيخ سريعة ورسم بياني كمي لهجرة خلايا WPMY-1 (ن = 3). يمثل التحكم عنصر التحكم السلبي ويمثل ScTx-1 الخلايا المعالجة بـ 600 نانومتر ScTx-1. (C) Hemacolor & # x024c7 صور تلطيخ سريعة ورسم بياني كمي لهجرة خلايا PC-3 (ن = 6). يمثل التحكم عنصر التحكم السلبي ويمثل ScTx-1 الخلايا المعالجة بـ 600 نانومتر ScTx-1. (D) بيانات CCK-8 التي تم الحصول عليها بعد علاج خلايا سرطان البروستاتا (PC-3 ن = 6) مع 30 نانومتر Kv2.1 سيرنا. يمثل NC التحكم السلبي VC يمثل التحكم في السيارة ويمثل siRNA الخلايا المعالجة بـ 30 نانومتر Kv2.1 siRNA. (E) Hemacolor & # x024c7 صور تلطيخ سريعة ورسم بياني كمي لهجرة خلايا PC-3 بعد علاج 30 نانومتر Kv2.1 siRNA (ن = 4). تم إجراء جميع التجارب على النحو المشار إليه وتم تقديم البيانات على أنها خطأ معياري متوسط ​​& # x000b1. * P & # x0003c 0.05 و ** P & # x0003c 0.01 مقابل قيمة التحكم. شريط المقياس = 100 & # x003bcm.


قنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي المتضمنة في تنظيم الوظيفة الفسيولوجية في الخلايا العصبية الحكة الخاصة بـ MrgprA3

توصف الحكة بأنها إحساس جلدي مزعج أو مزعج يثير الرغبة أو رد الفعل في الحك. يتم التعبير عن MrgprA3 ، أحد أفراد عائلة Mrgprs ، على وجه التحديد في مجموعة سكانية فرعية من عقدة الجذر الظهرية (DRG) في الجهاز العصبي المحيطي (PNS). تم تحديد هذه الخلايا العصبية DRG التي تعبر عن MrgprA3 على أنها خلايا عصبية خاصة بالحكة. يمكن تنشيطها بواسطة مركب الكلوروكين الذي يستخدم كدواء لعلاج الملاريا. في هذه الدراسة ، قمنا بتسمية هذه الخلايا العصبية الخاصة بالحكة باستخدام طريقة العلامات الجينية الجزيئية ، ثم درسنا خصائصها الفيزيولوجية الكهربية. سجلنا أيضًا الخلايا العصبية الجلدية MrgprA3 (-) بشكل رجعي المسمى بصبغة Dil (MrgprA3 (-) - Dil). وجدنا أولاً أن الخلايا العصبية MrgprA3 (+) لديها استثارة أقل من الخلايا العصبية MrgprA3 (-) (MrgprA3 (-) - non-Dil و MrgprA3 (-) - Dil). تم تقليل عدد إمكانات الفعل (AP) بشكل أكثر وضوحًا في الخلايا العصبية MrgprA3 (+) من تلك الموجودة في الخلايا العصبية MrgprA3 (-). في معظم الحالات ، قامت الخلايا العصبية MrgprA3 (+) بتوليد AP واحد فقط ، ومع ذلك ، في الخلايا العصبية MrgprA3 (-) ، يمكن أن يؤدي نفس التحفيز إلى إطلاق العديد من AP بسبب وجود تيار كبير من البوتاسيوم (Kv) في MrgprA3 (+) منه في MrgprA3 (-) الخلايا العصبية. وبالتالي ، يلعب تيار Kv دورًا مهمًا في تنظيم استثارة الخلايا العصبية الخاصة بالحكة.


أساس الفيزيولوجيا الكهربية لوظيفة قناة K.

الآليات الأساسية

تعتمد الطريقة التي تساعد بها قنوات K على استقرار استثارة الأنسجة على العديد من مفاهيم الفيزيولوجيا الكهربية الرئيسية. باختصار ، فإن إمكانات غشاء الراحة لخلية معينة هي وظيفة التوزيع التفاضلي للأيونات الشائعة الأكثر وفرة (Na + و K + و Cl -) بين داخل الخلية وخارجها. يتم الحفاظ على هذا التوزيع التفاضلي بشكل أساسي عن طريق ناقلات الأيونات المستهلكة للطاقة مثل Na + / K + ATPase.

توجد خلية حية ذات تركيز عالٍ من البوتاسيوم في الداخل وتركيز منخفض في الخارج. يتحرك البوتاسيوم بسرعة وانتقائية عبر الغشاء من خلال القنوات الأيونية ، مع تحديد الحركة الصافية للأيونات بواسطة قوتين ، تدرج التركيز والتدرج الكهربائي. يمكننا فحص تأثير هذه التدرجات عن طريق تغيير إمكانات غشاء الخلية بشكل مصطنع ، كما يتم تجريبياً مع جهاز مشبك جهد الخلية بالكامل. إذا تم القضاء على القوة الكهربائية عن طريق تثبيت إمكانات الغشاء عند الصفر ثم تم فتح قناة أيونية انتقائية K (+) (الشكل 3 أ) بحيث يمكن لـ K + المرور داخل الخلية أو خارجها بشكل متساوٍ ، سينتشر البوتاسيوم خارج الخلية الخلية التي تتبع تدرج تركيزها ، من تركيز K عالي داخل الخلايا إلى تركيز K + خارج الخلية منخفض. عادةً ما يتسبب تدفق التيار هذا في حدوث تغيير في إمكانات الغشاء ، لكن جهاز تثبيت الجهد يعوض تدفق الأيونات هذا عن طريق حقن تيار من قطبية معاكسة (أيونات موجبة أو سالبة حسب الحاجة) ، مما يحافظ على إمكانات الغشاء عند المستوى المحدد.

الشكل 3. يحدد التركيز والتدرجات الكهربائية اتجاه التيارات K +. (أ) يتم تثبيت إمكانات الغشاء عند 0 مللي فولت ، ويؤدي الاختلاف في تركيز K بين خارج الخلية وداخلها إلى ظهور تيارات K خارجية كبيرة. (ب) عند احتمالية التوازن لـ K + (E K = -90 mV) ، يكون تدرج التركيز الخارجي متوازنًا تمامًا بواسطة التدرج المحتمل للغشاء الداخلي. (ج) في حالة الراحة الطبيعية للخلايا القابلة للاستثارة ذات إمكانات الغشاء أكثر استقطابًا من E (K) ، ستميل التيارات الخارجية K + إلى زيادة استقطاب إمكانات الغشاء نحو EK.

الشكل 3. يحدد التركيز والتدرجات الكهربائية اتجاه التيارات K +. (أ) يتم تثبيت إمكانات الغشاء عند 0 مللي فولت ، ويؤدي الاختلاف في تركيز K بين خارج الخلية وداخلها إلى ظهور تيارات K خارجية كبيرة. (ب) عند احتمالية التوازن لـ K + (E K = -90 mV) ، يكون تدرج التركيز الخارجي متوازنًا تمامًا بواسطة التدرج المحتمل للغشاء الداخلي. (ج) في حالة الراحة الطبيعية للخلايا القابلة للاستثارة ذات إمكانات الغشاء أكثر استقطابًا من E (K) ، ستميل التيارات الخارجية K + إلى زيادة استقطاب إمكانات الغشاء نحو EK.

ومع ذلك ، في الخلية العادية التي لا يوجد بها مشبك جهد مطبق ، فإن التدفق الخارجي لـ K + من شأنه أن يتسبب في نقص نسبي في الشحنات الموجبة في داخل غشاء الخلية ، مما يولد جهدًا سلبيًا عبر الغشاء. ستستمر أيونات البوتاسيوم بالمرور عبر قنوات K + الانتقائية حتى يصبح الجزء الداخلي من غشاء الخلية سالبًا لدرجة أن الجاذبية الكهروستاتيكية لأيون K + المشحونة إيجابياً كانت مساوية للقوة التي تحرك الأيون لأسفل تدرج تركيزه (الشكل 3 ب). في هذه المرحلة ، وصلنا إلى إمكانية التوازن للبوتاسيوم (EK) - نقطة التوازن للتركيز والقوى الكهربائية - حيث لا تحدث حركة صافية لـ K + في أي من الاتجاهين من خلال القنوات الأيونية الانتقائية K + المفتوحة.

بالنظر إلى الاختلاف من 20 إلى 40 ضعفًا في تركيز K الموجود بين جانبي الغشاء ، فإن احتمالية التوازن لـ K (+) ، المحسوبة من معادلة Nernst ، عادة ما تكون حوالي -90 mV. تكون إمكانات غشاء الراحة لمعظم الخلايا قريبة من هذا المستوى (-50 إلى -70 مللي فولت) لأن التسرب الأساسي لـ K + خارج الخلية أكبر بكثير من أيونات أخرى موزعة تفاضليًا (Na + و Ca (++) ). في ظل هذا الظرف (الشكل 3 ج) ، فإن فتح قناة K يسمح لـ K (+) بالخروج من الخلية (التيار الخارجي) ، مما يؤدي إلى إمكانات الغشاء نحو إمكانية توازن البوتاسيوم (تصبح أكثر سلبية). تسمى قدرة القناة على تمرير الأيونات وتوليد التيارات بالتوصيل. كلما زاد توصيل قناة K ، زاد عدد أيونات K + التي يمكن أن تمر عبر القناة لكل وحدة زمنية. تُقاس المواصلة ، وهي المعاملة بالمثل للمقاومة ، بوحدة سيمنز ، وتُقاس الموصلية الصغيرة للقنوات الأيونية بوحدة البيكوسيمنز (pS). على سبيل المثال ، يمر موصل 1-pS الذي يطبق عليه جهد كهربائي 100 مللي فولت تقريبًا 625 أيونًا في 1 مللي ثانية.

إن كفاءة فتح قناة البوتاسيوم كمنظم لإمكانات الغشاء مدهشة. بناءً على بعض الافتراضات المعقولة حول خلية معينة ، يمكن تقدير عدد قنوات K الخاصة بموصلية معينة والتي يجب فتحها لتوليد فرط استقطاب كبير (الشكل 4). بدءًا من إمكانية الراحة البالغة -55 مللي فولت ، والتي تمثل على سبيل المثال إمكانية الراحة لخلية القلب الأذينية ، فإن فتح ما لا يقل عن 20 قناة كلفن يمكن أن يؤدي إلى فرط الاستقطاب من 10 إلى 20 مللي فولت. من خلال أخذ إمكانات الغشاء بعيدًا عن العتبة اللازمة لتنشيط إمكانات الفعل أو فتح قنوات Ca ++ ، يميل فرط الاستقطاب إلى تقليل الاستثارة. يمكن لأي دواء أو معدل يزيد من فتح قناة K معينة أن يقلل بشكل كبير من استثارة الأنسجة التي تعبر عن تلك القناة.

الشكل 4. فتح قنوات K يمكن أن يؤدي إلى فرط الاستقطاب. تنخفض إمكانات الغشاء (الاستقطاب المفرط) بما يتناسب مع عدد قنوات K المفتوحة. أربعة منحنيات مختلفة بافتراض فتح قنوات K ذات مواصلات مختلفة (10 و 15 و 20 و 40 pS). تم اشتقاق قيم إمكانات الغشاء باستخدام الافتراضات التالية: إجمالي التوصيل الأيوني للخلية = 500 pS ، EK = -90 mV ، إجمالي K + التوصيل من 305 pS ، إجمالي التوصيل للأيونات الأخرى (Na + ، Ca ++ ، و Cl -) = 195 س. تم التعديل من Quast et al. [104]

الشكل 4. فتح قنوات K يمكن أن يؤدي إلى فرط الاستقطاب. تنخفض إمكانات الغشاء (الاستقطاب المفرط) بما يتناسب مع عدد قنوات K المفتوحة. أربعة منحنيات مختلفة بافتراض فتح قنوات K ذات مواصلات مختلفة (10 و 15 و 20 و 40 pS). تم اشتقاق قيم إمكانات الغشاء باستخدام الافتراضات التالية: إجمالي التوصيل الأيوني للخلية = 500 pS ، EK = -90 mV ، إجمالي K + التوصيل من 305 pS ، إجمالي التوصيل للأيونات الأخرى (Na + ، Ca ++ ، و Cl -) = 195 س. تم التعديل من Quast et al. [104]

خصائص التحكم في التيارات التي تمر بها قنوات K.

آليات التنشيط والتعطيل. من أهم خصائص فيزيولوجيا القناة K هي البوابة ، أي العوامل التي تؤدي إلى فتح القناة. البوابة هي عملية عشوائية حيث تتحرك القنوات بشكل عشوائي بين الحالة المفتوحة والمغلقة. تم تحديد العديد من العوامل التي تتحكم في المعدلات التي تفتح بها قنوات K. أفضل ما يميز هذه العوامل هو (1) التغيير في الجهد عبر الغشاء ، (2) الزيادات في أيون الكالسيوم داخل الخلايا ، (3) اقتران بروتين G إما بشكل مباشر أو غير مباشر (من خلال تغيير في المرسل الثاني داخل الخلايا) ، و (4) تغير في تركيز ATP داخل الخلايا. لا يتم تنظيم فتح بعض قنوات K ، المعروفة باسم قنوات الخلفية أو التسرب ، بقوة بواسطة هذه العوامل ، وبالتالي يتم تحديد قدرتها على إجراء K + من خلال خصائص تصحيحها ، أي خاصية الأنظمة الكهربائية لتمرير التيار في اتجاه واحد أفضل من الآخر.

أفضل ما يميز الأساس الجزيئي للتنشيط هو القنوات ذات الجهد الكهربائي. عند إزالة الاستقطاب من غشاء الخلية ، تنتج قناة شاكر الأصلية تيار K + سريع التنشيط وسريع التعطيل ، أي أن القناة مفتوحة بالكامل في غضون 1 مللي ثانية وتغلق مرة أخرى في غضون 10 مللي ثانية. يحتوي كل نوع من قنوات K ذات الجهد الكهربائي على جهد عتبة معين يزداد عنده تردد فتح القناة بسرعة. تتوسط مناطق محددة بدقة من هذه البروتينات هذه الوظائف. تشترك جميع قنوات K ذات بوابات الجهد في مجال ممتد للغشاء (S4) يحتوي على سلسلة من بقايا الأحماض الأمينية موجبة الشحنة (عادةً أرجينين) الممتدة على طول وجه واحد من بنية ألفا الحلزونية. يؤدي التغير في إمكانات الغشاء ، الذي يشعر به هذا التركيب الجزيئي ، إلى حركة هذه الشحنات داخل بنية البروتين. يُعتقد أن إعادة الترتيب الجزيئي هذه تحفز تغييرًا في التوافق ينتقل إلى مسار التوصيل الأيوني ، مما يسمح لأيونات البوتاسيوم بالمرور عبر الغشاء. يصل أقارب قناة Shaker إلى الفتح الكامل بشكل أبطأ ، على مدى 2-300 مللي ثانية. قد تختلف أيضًا في العتبة التي يحدث عندها الفتح. الوحدات الفرعية [اليونانية الصغيرة بيتا] مهمة أيضًا في تحديد عتبة التنشيط. جميع المحددات الهيكلية التي تنتج هذا التنوع في سلوك قناة K غير معروفة تمامًا.

تختلف الآليات التي تسبب تعطيل قنوات K ذات الجهد الكهربائي عن تلك التي تنتج التنشيط. تم وصف نوعين من التعطيل يختلفان من حيث سرعة البدء. يحدث التعطيل السريع (التعطيل من النوع N) ، كما هو الحال مع قنوات Shaker K ، من خلال تفاعل الطرف الأميني (N) لبروتين القناة الأيونية مع المسام الموصلة للأيونات. يفترض الطرف N بنية الكرة في نهاية حبل (الشكل 5). يُعتقد أن سطح السلاسل الجانبية للأحماض الأمينية المشحونة يتجمع على طول وجه واحد من الكرة. تعمل الكرة المربوطة على منع الحالة المفتوحة للقناة من الجانب السيتوبلازمي ، ويمنع الانسداد المادي للمسام أي تدفق إضافي للأيونات. [24] مع تثبيت السطح المشحون لجسيم التعطيل في الجانب الداخلي من المسام الموصلة للأيونات ، فإنها تخضع للحقل الكهربائي للغشاء. مع إعادة شحن الغشاء ، تتحرك الكرة بعيدًا عن فتحة المسام ، ويتم تخفيف الحصار. Slow inactivation (C-type inactivation) occurs through features found in the carboxyl terminus and may involve protein rearrangement, leading to narrowing of the mouth of the pore. [25]

Figure 5. Inactivation of voltage-gated K channels. Channels undergo a conformational change induced by membrane depolarization to open the ion-conducting pathway. The open probability increases steeply over a narrow range of membrane potentials that is characteristic for each K channel subtype. After activation, some types of voltage-gated K channels rapidly inactivate. N-type inactivation occurs through the interaction of the amino (N)-terminus of the channel with the channel pore. A “ball-and-chain” model best describes how N-type inactivation occurs. N-type inactivation must be relieved before currents can flow through an open channel again.

Figure 5. Inactivation of voltage-gated K channels. Channels undergo a conformational change induced by membrane depolarization to open the ion-conducting pathway. The open probability increases steeply over a narrow range of membrane potentials that is characteristic for each K channel subtype. After activation, some types of voltage-gated K channels rapidly inactivate. N-type inactivation occurs through the interaction of the amino (N)-terminus of the channel with the channel pore. A “ball-and-chain” model best describes how N-type inactivation occurs. N-type inactivation must be relieved before currents can flow through an open channel again.

Rectification. Rectification is an important property of K channels, one that is crucial for understanding how they influence the electrophysiologic behavior of cells. Most simply, rectification describes the ability of an ion-conducting pore to pass ions through the cell membrane more easily in one direction than the other. For K channels, inward rectification means that at any given driving force caused by voltage, the inward flow of K + ions is greater than the outward flow with the opposite driving force. This effect is shown most effectively in terms of the current-voltage (I-V) relation for a given type of K channel. The relationship between the current passed through a channel over a range of transmembrane potentials can be recorded in a membrane patch as the membrane potential is changed continuously over a large range of potentials. Currents that are not markedly time- or voltage-dependent can be studied effectively in this way, giving a signature I-V curve.

(Figure 6A) shows the I-V curves obtained for inward rectifier K channels in myocardial tissues. The data represent single channel currents recorded from these channels with three different external K + concentrations. As predicted by the Nernst equation, the reversal potential (the point at which the curves cross the x axis) becomes less negative as the K + concentration increases. At potentials below the reversal potential, the curves display a steeply linear relationship, indicating strong inward rectification. Above a membrane potential of around -40mV, inward rectifiers are blocked from the inside in a voltage-dependent manner by positively charged substances (Mg ++ and polyamines), and little or no outward K + current can be passed. In the range of membrane potential near the action potential threshold, between the reversal potential and -40mV, inward rectifiers are able to pass small outward currents.

Figure 6. Rectification. Current (pA = picoamperes) versus voltage (mV = millivolts) relation for inwardly (A) or outwardly (B) rectifying K channels. Data represent single K channel current for the strong inward rectifier in heart (modified from Lynch [105]) and strong outward rectifier TASK. [16]TASK currents were recorded from outside-out patches 150 mM K + in the recording pipette and 150 mM NaCl in the bath. TASK currents are fit with a third degree polynomial function indicating outward rectification greater than that predicted from the Goldman-Hodgkin-Katz equation.

Figure 6. Rectification. Current (pA = picoamperes) versus voltage (mV = millivolts) relation for inwardly (A) or outwardly (B) rectifying K channels. Data represent single K channel current for the strong inward rectifier in heart (modified from Lynch [105]) and strong outward rectifier TASK. [16]TASK currents were recorded from outside-out patches 150 mM K + in the recording pipette and 150 mM NaCl in the bath. TASK currents are fit with a third degree polynomial function indicating outward rectification greater than that predicted from the Goldman-Hodgkin-Katz equation.

These outward currents (known as the region of negative slope conductance) are extremely important for understanding how action potentials are generated. Inward rectifiers pass currents only in a narrow range, around the resting membrane potential, where small depolarizations are resisted by the outward K + currents. [26]If a depolarization is large enough, inward rectifiers become blocked, allowing action potential firing. Thus, channels with these characteristics play an important role in setting the membrane potential and regulating overall excitability. [27]

In contrast, outward rectifiers display a different current-voltage relation (Figure 6B). At positive potentials, the currents representing movement of K + out of the cell are large, whereas those seen at negative potentials are negligible. Thus outwardly rectifying K channels have greatest influence during the positive phase of the action potential, tending to repolarize the membrane back toward the normally negative resting potential by passing large outward currents. Pure outwardly rectifying K channels have been described in a variety of tissues, including guinea pig ventricular myocytes, rat dorsal root ganglia, and molluscan neurons. [28-30]These currents should not be confused with K channels that have been called delayed rectifiers these are voltage-gated K channels that show a delayed onset of activation and represent an extreme example of outward rectification caused by the channel opening with depolarization. The example of an outward rectifier shown in Figure 6B is the tandem pore domain K channel, TASK. It is known that the messenger RNA coding for this protein is found in heart tissue, and it is reasonable to speculate that currents observed during the plateau phase of ventricular myocyte depolarization may be caused by the action of this channel.

Rectification therefore may be the result of a unidirectional channel blockade by endogenous compounds such as Mg ++ ions or polyamines, but it may also result from the specific ion channel protein structure, although little has been defined in terms of structural determinants that give rise to rectification. Progress in understanding this aspect of K channel function will require greater resolution of the three-dimensional structure of individual K channels to illuminate portions that can both sense the voltage field and restrict ion flow.

Intracellular Regulation by Small Molecules-Ca ++ and ATP. The opening of some voltage-gated K channels is also sensitive to changes in the intracellular Ca ++ concentration. For example, action potential spikes in vertebrate neurons may activate voltage-dependent Ca channels that rapidly increase the intracellular Ca ++ concentration. In many cells an afterhyperpolarization follows that can be broken down into two components regulated by the intracellular Ca ++ concentration:(1) a fast component that helps repolarize after the action potential spike, and (2) a slow component that helps regulate spike frequency. Ca ++-activated K channels (K Ca ) underlie these two components. K Ca channels have been identified in virtually all types of cells. [31]

A large conductance (150-250 pS) K Ca channel (hereafter referred to as the BK channel for “big” conductance) with rapid activation (within 1-2 ms) and only slightly less rapid inactivation (tens of ms)[32,33]contributes to the fast component. These channels are activated by changes in membrane potential or intracellular Ca ++ concentration ([Ca ( ++ )] i ). Elevation in [Ca ++ ] i also affects the voltage sensitivity of activation by shifting the threshold to more negative membrane potentials. [34]The apparent role of BK channels is to activate quickly and, by passing large outward K + currents, rapidly calm excitable tissues that have been depolarized or that have elevated [Ca ++ ] i .

The slow component of the afterhyperpolarization represents the action of a smaller conductance (10-14 pS) Ca ++-activated K channel, the SK channel for “small” conductance. [32,34]In contrast to the BK channel, this recently cloned sequence found in the mammalian brain and heart activates slowly (10-1,000 ms) and decays in seconds. Thus, this channel appears to be the second line of defense for an excitable cell against over-excitability. This mechanism can be seen as a way to restrain Ca ++ entry (by preventing depolarization and activation of voltage-gated Ca channels), thereby limiting potentially damaging increases in intracellular Ca ++ . A third type of K Ca channel with intermediate conductance (IK 18-50 pS) has also been described in some tissues. [35]

Because BK and SK channels are activated by changes in [Ca ++ ]( i ), why do they differ in their rates of activation? Evidence has accumulated recently that this difference may be understood by realizing that changes in [Ca ++ ] i do not occur uniformly throughout the cell. BK channels may be localized near voltage-gated Ca ++ channels that cause rapid elevation in [Ca ++ ] i termed calcium sparks. [36]In contrast, SK channels may be compartmentalized to areas of the cell where changes in [Ca ++ ] i occur less rapidly.

Another ubiquitous group of K channels, found in the heart, pancreas, smooth muscle, and central nervous system, are sensitive to changes in intracellular ATP (K ATP channels, recently reviewed by Kersten et al. [37]). They sense the metabolic state of the cell, inhibited by ATP when energy supply is abundant and activated when energy stores deplete. Recent molecular biology advances have shed light on the composition of functional K ( ATP ) channels, which appear to be a complex of a K ir channel with another large modulatory protein, the sulphonylurea receptor (to be discussed).

By having the regulation of K channels linked to these small molecules, the excitability of cells is tied to their functional state. This linkage is important for overall cellular efficiency. For example, when energy stores are low (reduced ATP levels), activation of K ATP channels hyperpolarizes the membrane potential toward the potassium equilibrium potential, thereby reducing the energy-intensive work of ion pumps restoring ion gradients after action potential discharges. Similarly, an increase in [Ca ++ ] i , which can stimulate a variety of intracellular energy-consuming processes, causes a concomitant activation of K Ca channels acting as a negative feedback mechanism to reduce cellular electrical activity. By virtue of this linkage to common small molecules then, K channels have profound influence on the functioning of highly metabolically active tissues, such as neurons or cardiac muscle.

Summary of the Electrophysiologic Properties of Different Types of K Channels

The discussion of activation, inactivation, rectification, and modulation leads to a better understanding of how each type of K channel operates. Voltage-gated K channels primarily of the Shaker type, but also the calcium-activated K channels, open in an all-or-none fashion when the membrane potential to which they are subject reaches the threshold for activation. Variation in threshold and in the rates of activation and inactivation produces great diversity of function. In addition, K Ca channels become more active when Ca concentrations inside the cell increase. Inward rectifiers and tandem pore domain K channels are responsible for baseline or “leakage” currents. Their open probabilities are more constant, and the size of the currents they pass is determined by the nature of their individual current-voltage relationship. As such, inward rectifiers are important components of K currents at negative membrane potentials, near E ( K ), whereas outwardly rectifying baseline currents have predominant effects during action potential depolarizations. The diversity in electrophysiologic function shown by K channels then gives rise to their essential role for precisely shaping the electrical activity of excitable tissues.


5 Conclusion

Subunits have now been cloned for almost all important K + channels in the mammalian heart, and progress is being made toward the elucidation of the molecular architecture of the channels in the native environment. This molecular analysis has revealed an even greater diversity than previously anticipated from the native myocyte studies. The molecular approach now allows both the detailed characterization of human cardiac potassium channels, and elucidation of drug–channel interaction at the molecular level. The atrial localization of human cardiac Kv1.5 appears important in relation to atrial arrhythmias. Despite the homology among the voltage-gated K + channel subunits, the major components of repolarizing K + currents are encoded by subunits that belong to distinct families (Kv4.2/3, Kv1.5, HERG, KvLQT1, TWIK, قير). This greatly facilitates (pharmacological) targeting of a specific component, although the expression of these subunits in other tissues needs to be considered (e.g. for side effects). Arrhythmias are frequently treated with pore blocking drugs, but the observation that subunits are down-regulated in disease indicates that novel therapeutic interventions should be contemplated. Analysis of promoter regions will undoubtedly foster further understanding of this electrical remodeling process. Another aspect highlighted by the molecular diversity is that no single species can serve as ‘the’ animal model for the human heart. Indeed, a similar K + current can be carried in different species either by different subunits (e.g. Kv1.2 ضد. Kv1.5), or by different splice variants of the same subunits (e.g. HERG). In summary, the molecular analysis of subunits underlying the native K + currents in heart has provided us with a number of tools to further elucidate the molecular basis of cardiac excitability and the electrical remodeling in disease.


VKCDB

VKCDB is a comprehensive sequence database of voltage-gated potassium channels (VKCs) from Eukaryotes, Bacteria and Archaea, designed to serve as a resource for research on VKC evolution and structure/function relationships. Protein sequences, corresponding nucleic acid sequences of open reading frames, references, information on the organisms of origin of each channel and functional data are stored in this database. The current version (v 2) has been significantly expanded and updated since the release of v1 in 2003.

VKCDB will allow you to browse and search using different annotation criteria, and search against the protein and nucleotide sequences in VKCDB with VKCDB BLAST. Displayed entries can be selected to download as multiple protein and/or nucleotide sequences in FASTA format for further analyses. Several computational tools are being developed to help guide structure function analysis of voltage-gated potassium channels and other protein families in general.

VKCDB currently stores 4279 entries, including some "unknown proteins" annotated by automatic genome annotation projects which share a high degree of sequence similarity with voltage-gated potassium channels, but also some entries that are clearly not VKCs, but rather similar to protein domains that have been fused to one or more VKCs in some organisms. VKCDB was initially populated using automatic parsing of BLASTP search outputs from larger databases updates are based on the results of Hidden Markov Model searches of the GENBANK non-redundant protein database using HMMER. Entries were checked manually for redundancy, sequence conflicts, and isoforms. Manual curation, based on visual inspection of the length of the sequence and on p hylogenetic analysis, was used to identify 1391 unique VKC sequences that cover a major portion of the full channel length.

The web interface only retrieves entries that cover a significant proportion of the core structure of VKCs (the voltage sensor and pore regions), and does not retrieve a number of entries that were identified by manual inspection as non-VKC prote ins. If you wish to look at small fragmentary sequences and/or non-channel sequences that have been retrieved during population of the database, the entire database is available for download in XML format or as a SQL dump file.

VKCDB is a part of an ongoing project on the structure/function relationships in VKCs in the laboratory of Dr. Warren J. Gallin at the University of Alberta, Canada.

تنويه

Welcome to VKCDB 2.0. This new version of the VKCDB website offers a new and greatly improved interface for accessing all of our potassium channel data. If you wish to use the old site please click here!

We have added a new page to make it easier to search for and retrieve multiple records at once. If you mouse over the search database menu you will now see "Single Record Search" this is our original search page. And below it you will see "Multiple Record Search." This new page will let you enter multiple ID's seperated by a newline then retrive and download their records.


الملخص

The first genuine high-resolution single particle cryo-electron microscopy structure of a membrane protein determined was a transient receptor potential (TRP) ion channel, TRPV1, in 2013. This methodical breakthrough opened up a whole new world for structural biology and ion channel aficionados alike. TRP channels capture the imagination due to the sheer endless number of tasks they carry out in all aspects of animal physiology. To date, structures of at least one representative member of each of the six mammalian TRP channel subfamilies as well as of a few non-mammalian families have been determined. These structures were instrumental for a better understanding of TRP channel function and regulation. However, all of the TRP channel structures solved so far are incomplete since they miss important information about highly flexible regions found mostly in the channel N- and C-termini. These intrinsically disordered regions (IDRs) can represent between a quarter to almost half of the entire protein sequence and act as important recruitment hubs for lipids and regulatory proteins. Here, we analyze the currently available TRP channel structures with regard to the extent of these “missing” regions and compare these findings to disorder predictions. We discuss select examples of intra- and intermolecular crosstalk of TRP channel IDRs with proteins and lipids as well as the effect of splicing and post-translational modifications, to illuminate their importance for channel function and to complement the prevalently discussed structural biology of these versatile and fascinating proteins with their equally relevant ’unstructural’ biology.


إنطباع

With the completion of the work of Villette وآخرون. (2019) there remain four more voltage-gated K + channel genes of V. vinifera waiting for their characterization: VvK4.1 (Kصامتة), VvK5.2, VvK5.3، و VvK5.4 (all Kخارج). All four encoded voltage-gated K + channel subunits might assemble with other subunits into heteromeric channels: VvK4.1 potentially with subunits of the Kفي-derived pool (VvK1.1, VvK1.2, VvK2.1, VvK3.1), and all Kخارج subunits might be able to form heteromeric channels among them. The heteromerization potential is testable after co-expression in Xenopus oocytes using a dominant-negative strategy ( Baizabal-Aguirre وآخرون.، 1999). Most important, however, will certainly be the investigation of the expression pattern of the remaining four genes to identify whether there are unique or overlapping expression profiles of the different K + channel subunits. A further challenge will be to locate putative binding-sites for regulatory proteins as kinases or phosphatases in particular in the long cytosolic C-terminus (see structural model in Box 2). Differences in regulation might help to address the different roles that the diverse K + channel subunits play in K + nutrition of grapevine. These open gaps indicate that the article of Villette وآخرون. (2019) will not be the last one of its kind. There is a need for more research on the function and regulation of potassium channels in species other than Arabidopsis if we want to understand potassium uptake and homeostasis in, for example, important crop plants or extremophiles.